使用说明：
1. 引物设计：
用于特定基因突变的引物需要单独设计，请参考如下一些基本原则进行设计：
a. 共需设计两条互补的引物。可以先集中设计一条，然后就可以得到互补的另一条引物。
b. 引物的长度通常为25-45个碱基。
c. 利用如下公式进行引物Tm值的估算，通常Tm值应该不低于78℃。
Tm = 81.5 + 0.41(%GC) - (675/N) - %mismatch
N表示引物所含碱基总数
%GC表示引物中GC碱基数占引物总碱基数的百分值，例如GC含量为50%，那么%GC就是50。
%mismatch表示引物中突变碱基数占引物总碱基数的百分值，例如错配率是2.5%，那么%mismatch就是2.5。
例一：对于模板序列5'-CCAATTTCGAGGAATTAGAACCTTATTTTGAACTTACTGAAGG-3'，其中带有灰色阴影的A为待突变位点，需要突变为C，设计正向突变引物如下:
5'-CCAATTTCGAGGAATTAGCACCTTATTTTGAACTTACTGAAGG-3'
Tm = 81.5 + 0.41*(15/43)*100 - (675/43) - (1/43)*100 = 77.8
例二：对于模板序列5'-GGGAGCTCACCAAGCTGAAGAGCACCTACATTGA-3'，其中两个有灰色阴影的A为待突变位点，均需要突变为G，设计正向突变引物如下：
5'-GGGAGCTCACCAGGCTGAGGAGCACCTACATTGA-3'
Tm = 81.5 + 0.41*(20/34)*100 - (675/34) - (2/34)*100 = 79.9
对于插入、缺失型的突变引物，推荐利用如下公式进行引物Tm值的估算：
Tm=81.5 + 0.41(％GC) ‒ (675/N)
此公式中，N不包含插入或缺失的碱基。因为如果N包含插入或缺失的碱基，数字可能会比较大，从而影响计算结果。
d. 也可以利用如下公式进行引物设计。
引物中突变位点任何一侧都必需满足4*(GC碱基数) + 2*(AT碱基数) ≥ 45。但引物也不宜过长，否则通常会形成非常稳定的二级结构。通常把突变位点两侧的碱基数控制在15个左右，且使两侧按照上述计算得到的数值相近。
例如引物为AGTCAGGCCAATTCGAAGCAGTCGAATTGCCAAG，其中有灰色阴影的AAG为突变位点，则
左侧：4*(GC碱基数) + 2*(AT碱基数) ＝ 4*8 + 2*7 ＝ 46 ≥ 45
右侧：4*(GC碱基数) + 2*(AT碱基数) ＝ 4*8 + 2*8 ＝ 48 ≥ 45
e. 上述c和d这两种方法的计算标准有较明显的差异，但经过多次测试，两种方法都可以顺利获得预期的突变。
f. 在可能的情况下，尽量把引物的GC含量控制在40-60%。
g. 在可能的情况下，尽量使引物不要产生非常稳定的二级结构和引物二聚体。二级结构和二聚体可通过一些软件进行分析。
h. 最好使用经过PAGE纯化的引物或更高纯度的引物。
2. 引物的配制：
如果合成得到的一个引物A的量是20nmol，另外一个互补引物B的量是19nmol。在引物A中加入200μl水，配制成浓度为100μM，在引物B中加入190μl水也配制成浓度为100μM。吸取20μl 100μM引物A和20μl 100μM引物B到一新的离心管中，再加入160μl水，混匀后即可得到可以直接用于基因定点突变反应的引物(10μM each)。
3. 待突变模板质粒的选择：
选择GC含量在40-55%的待突变模板质粒，并且每一个50bp左右的局部GC含量最好也不超过70%。如果GC含量过高，请先把目的基因克隆到其它合适的载体上，再进行基因定点突变反应。另外目的基因GC含量最好也在40-55%的范围，并且每一个50bp左右的局部GC含量最好也不超过70%。如果目的基因GC含量过高，而突变位点不在高GC含量区域，可以先把该基因的不含高GC含量的一个区域克隆出来，进行定点突变，然后再把突变后的片断克隆回原基因中。如果必需使用高GC含量的质粒模板，或者有局部高GC含量的质粒模板，请另外使用专门用于高GC含量模板的PCR反应试剂。
必须使用从dam⁺的大肠杆菌(这类菌中质粒可以被甲基化)中抽提得到的质粒用于基因定点突变。常用的大部分大肠杆菌都是dam⁺的，包括DH5α、JM109等。
4. 基因定点突变反应：
a. 如下设置基因定点突变反应体系：

	扩增片段小于6kb		扩增片段大于6kb
试剂	最终浓度	体积	最终浓度	体积
Nuclease-Free Water	-	?μl	-	?μl
10X BeyoFusion™ Buffer (with Mg2+)	1X	5μl	1X	5μl
引物混合物(10μM each)	0.4μM each	2μl	0.8μM each	4μl
dNTP mix (2.5mM each)	0.25mM each	5μl	0.5mM each	10μl
待突变模板质粒	200ng	?μl	200ng	?μl
BeyoFusion™ DNA Polymerase	1/50	1μl	1/50	?1μl
总体积	-	50μl	-	50μl

按照上面的顺序依次加入各种试剂。在上述反应体系中，根据待突变模板质粒的量，计算出需加入的Nuclease-Free Water的量，使总体积为49μl。适当混匀后，加入1μlBeyoFusion™ DNA Polymerase，混匀。如果用的PCR仪没有热盖，在反应体系上加入一滴矿物油(mineral oil)以防止蒸发。
b. 按照如下参数设置PCR仪：

步骤	循环数	温度	<6kb时的时间	>6kb时的时间	说明
1	1	95℃	3min	3min	最初变性
2	20	95℃	30sec	30sec	变性
		55℃	30sec	30sec	退火
		68℃	30sec/kb	60sec/kb	延伸
3	1	68℃	10min	15min	延伸、补全
4	1	4℃	长时间保持	长时间保持	暂时存放

说明：上面表格中30sec/kb表示，如果待突变的质粒为6kb，那么68℃的延伸时间为3分钟。60sec/kb的含义相同。
5. DpnI消化：
PCR反应后，直接在PCR反应体系中加入1μl DpnI，混匀后37℃孵育5min。37℃孵育可以在PCR仪上进行，也可以在水浴锅中进行。DpnI消化完毕后可以直接用于转化，或者-20℃保存备用。
6. 转化、挑克隆鉴定：
感受态细菌的转化效率必需至少在10⁷以上，否则很难得到克隆。根据所使用的感受态细菌，加入尽量多的经过DpnI消化后的突变产物用于转化。通常每100μl感受态细菌中可以加入5-10μl经过DpnI消化后的突变产物。按照所使用的感受态细菌的操作方法进行操作，在涂板前通过离心浓缩的办法，把所有被转化后的细菌，全部涂布到含有适当抗生素的平板上，培养过夜。通常会得到100个以下的克隆。如果发现有上千个克隆，那么通常是有什么地方出了问题。
对于得到的克隆，可以挑取3-5个克隆送样测序去测序，以确认得到的克隆是否是预期的突变克隆。通常大部分的是预期的突变克隆。但有时也可能会因为随机因素，会测序了3-5个克隆才得到一个预期的突变克隆。

常见问题：
1. 转化后没有克隆或克隆数极少：
a. 感受态细菌效率不够高，请检测一下感受态细胞的效率，确保转化效率在10⁷以上，当然高一些更好。
b. 把DpnI消化后的产物用常规的乙醇沉淀方法进行沉淀，然后溶解在较小的体积中。这样就可以把所有的产物全部用于转化。
c. 优化基因定点突变中的PCR参数。可以把最初的95℃变性时间延长为5min，循环中95℃变性的时间延长至1min，把循环中的68℃的延伸时间改为1min/kb 至2min/kb，退火可以改为60-55℃或65-55℃等的touch down，退火时间也可以适当延长。
d. 引物设计有问题。通过突变反应中的PCR没有很好地扩增出预期的突变质粒。
e. 如果使用矿物油(mineral oil)，在转化时如果把矿物油带入感受态菌，会严重影响转化效率。
2. 有克隆，但没有或很难检测到预期的突变克隆：
a. DpnI消化效果不佳。一种可能是加入DpnI后，由于该酶在甘油中，会迅速下沉，如果没有混匀就会严重影响DpnI的消化作用。另一种可能是DpnI由于保存不当或保存时间过长等原因导致活性下降，这时可以适当延长消化的时间至1-2小时。
b. 使用的待突变的模板质粒量过多，导致DpnI消化时不完全。我们这里推荐的模板质粒用量0.5μg，已经是模板质粒用量的上限，不能再使用更多的模板质粒了。
c. 尽量避免多次反复冻融dNTP。可以把dNTP适当分装后再使用。
3. 有突变克隆，但突变位点不是预期的位点：
a. 引物设计不佳，并且PCR反应中退火温度过低，导致引物退火到错误的地方。
b. 引物质量较差，没有经过PAGE纯化。这样引物中通常会含有比设计的引物要短的特异性较差的引物，容易导致非预期的突变。